Agentes
biocontroladores para manejo
de fitopatógenos de suelo y mosca blanca en pimiento. “Capsicum annum”.
Biological
control agents for the soil pathogen management and whitefly on bell pepper crop. “Capsicum annum”.
Diego Enrrique
Portalanza Peralta
Leticia vivas vivas
Agentes
biocontroladores para manejo
de fitopatógenos de suelo y mosca blanca en pimiento. “Capsicum annum”.
Biological
control agents for the soil pathogen management and whitefly on bell pepper crop. “Capsicum annum”.
Diego Enrrique
Portalanza Peralta, Leticia vivas vivas
Como citar: Portalanza Peralta, D.E., Vivas
Vivas, L., (2011). Agentes biocontroladores para manejo de , Revista Universidad de
Guayaquil.
110(1), 19-25. DOI:
https://doi.org/10.53591/rug.v110i1.433
Resumen
El
cultivo de pimiento (Capsicum annum L.), es afectado por fitopatógenos
causantes del complejo marchitez e
insectos plaga como mosca blanca, Bemisia tabaci, vector de algunos virus por
ejemplo los Geminivirus. Los
objetivos específicos fueron: 1) Determinar dosis y frecuencias de aplicación de
T. asperellum sobre el complejo
marchitez del pimiento, y 2) Determinar dosis y frecuencias de aplicación de B. bassiana
para el manejo
de Bemisia tabaci.
En ambos estudios se utilizó un diseño de bloques completamente al azar con tres repeticiones y para la comparación de las medias se utilizó
la prueba de rangos múltiples
de Duncan p = 0.05.
Los
causales de la marchitez del pimiento fueron: Fusarium sp., Rhizoctonia sp.,
Sclerotium rolfsii y Ralstonia solanacearum.
La menor severidad
fue en el tratamiento T. Asperellum
45x106 esporas/L aplicado
7 días después
del transplante.
En el estudio de dosis y frecuencias de aplicación de B. bassiana
para el manejo de B. tabaci, la dosis 1x106 de B. bassiana aplicado diez días
después del transplante mostró la menor presencia de mosca blanca por planta. Los mejores rendimientos se dieron en los
tratamientos B. bassiana aplicado 10 días después
del transplante en dosis de uno y diez millones
de esporas con un promedio
de 14 y 13TM en su orden.
Palabras clave: Trichorderma asperellum, Beauveria
bassiana, fitopatógeno, S. rolfsii, Rizhoctonia solani.
Summary
The
bell pepper crop (Capsicum annum L.),
is affected by plant pathogens that cause the wilt com- plex, plague insects such as whitefly, Bemisia tabaci, vector of
some viruses e.g. Geminiviruses. The specific objectives were: 1) to determine doses and frequencies of application of T. asperellum over bell pepper wilt
complex, and 2) to determine doses and frequencies of application of B.
bassiana for Bemisia tabaci management.
In
both studies a completely randomly plot design with three replicates was used
and the Duncan multiple range test p = 0.05 was used for
the means comparison.
The
bell pepper wilt was caused by: Fusarium sp., Rhizoctonia sp., Sclerotium
rolfsii y Ralstonia solanacearum.
The lower severity was observed with T. Asperellum 45 x 106 spores/L applied
7 days after the trans-
plant.
In
the study of doses and frequencies of application of B. bassiana for the B. tabaci management , 1x106 applied ten days after the
transplant dose showed the lowest presence of white fly per plant. The best yields were B. bassiana applied
10 days after the transplant at a dose of one and ten million spores
with an average
of 14 and 13TM.
Key word: whitefly, Geminiviruses, wilt complex.
Introducción
El
cultivo de pimiento (Capsicum annum L.) es una
solanácea de importancia para la alimentación
debido a su alto contenido
de vitaminas A y C, por su sabor y palatabilidad es
acompañante de diversos platos en la gastronomía ecuatoriana (Cheme,
2002). Según datos del III Censo Nacional Agropecuario en el Ecuador existe un
total de 1145 hectáreas sembradas de pimiento solo o
asociado, Guayas ocupa un 26,8% de esta superficie con 308 hectáreas con una producción aproximada de 800 TM (SICA, 2002).
El cultivo
es afectado por fitopatógenos que causan
enfermedades como el complejo de marchitez e insectos plaga, los causales de la marchitez se reportan: Ralstonia
solanacearum, Sclerotium rolfsii, Rhizoctonia sp, Macrophomina
Phaseolina; y entre los insectos plaga, mosca blanca Bemisia tabaci, vector de algunos virus como el Geminivirus, para el manejo de estos
problemas el productor utiliza
agroquímicos de diferentes categorías toxicológicas, realizando alrededor
de 23 aplicaciones por ciclo de cultivo, lo que contribuye al aumento en los costos de producción, y resistencia
a los plaguicidas (Carvajal, 1997). Por otra parte,
los consumidores cada vez exigen
productos limpios y también se debe proteger
el agroecosistema.
Debido a los
problemas en la salud de consumi- dores,
productores y del agrocosistema por
el abuso de agroquímicos, estos
productos de síntesis utilizados en la agricultura son los responsables de la
contaminación de las aguas necesarias
para la vida humana; una alternativa
para reducir estos problemas es el uso de agentes
de biocontrol, por ser más específicos sobre los microorganismos objetos de control; además,
se requiere la integración de tratamientos fitosanitarios con técnicas
agronómicas modernas (Regnault-Roger, 2004).
Con
estos antecedentes, y teniendo en cuenta que
existen hongos antagonistas y entomopatógenos en nuestros suelos que pueden
ejercer un control biológico más
eficiente, la presente investigación tuvo los siguientes objetivos:
1)
Determinar dosis y
frecuencias de aplicación de
Trichoderma asperellum sobre el complejo marchitez del pimiento.
2) Determinar dosis y frecuencias de aplicación de Beauveria Bassiana
para el manejo
de Bemisia tabaci.
Materiales y métodos
2.1.
ENSAYO
1
2.1.1
Obtención
de Trichoderma asperellum. El antagonista evaluado fue T. asperellum procedente de Guayas con código G-008 proporcionado por el DNPV-Fitopatología INIAP EELS1. Este fue multiplicado masivamente en arroz esterilizado, para este propósito se inoculó por cada
200 gramos de arroz 5 ml de la suspensión agua–hongo, se dejó en incubación durante 10 días, después se procedió al secado en una incubadora, luego fue almacenado en una refrigeradora para su
posterior aplicación en el campo.
2.1.2.
Frecuencias
y dosis
La frecuencia
de aplicación fue al momento del transplante y 7 días después
del transplante.
Se evaluaron 3 dosis 15x106,
30x106 y 45x106
esporas/litro de agua. De T. asperellum cepa G-008
2.1.3. Tratamientos
El número
de tratamientos, (Cuadro1)
dosis y fre cuencias de aplicación
se detallan a continuación:
2.1.4. Diseño y análisis
de varianza
En
los dos ensayos (Cuadro 2), los datos fueron analizados con un diseño de bloques completa- mente al azar (DBCA) con tres
repeticiones. El esquema
del análisis de varianza fue el siguiente:
|
No.
|
Dosis
|
Frecuencias de aplicación
|
|
1
|
Testigo absoluto
|
Al momento de transplante
|
|
2
|
Testigo químico
|
Al momento de
transplante
|
|
3
|
Testigo biológico comercial (GP)
|
Al momento de
transplante
|
|
4
|
T. asperellum 15x106 esporas por litro
|
Al momento de
transplante
|
|
5
|
T. asperellum 30x106 esporas por litro
|
Al momento de transplante
|
|
6
|
T. asperellum 45x106 esporas por litro
|
Al momento de transplante
|
|
7
|
T. asperellum 15x106 esporas por litro
|
7 días después del transplante
|
|
8
|
T. asperellum 30x106 esporas por litro
|
7 días después del transplante
|
|
9
|
T. asperellum 45x106 esporas por litro
|
7 días después del transplante
|
|
Fuentes de variación
|
GL
|
|
Total
|
(tr-1)
|
26
|
|
Tratamientos
|
(t-1)
|
8
|
|
Repeticiones
|
(r-1)
|
2
|
|
Error Experimental
|
(t-1)(r-1)
|
16
|
Para la comparación de las medias se
usó la prueba de rangos múltiples de Duncan p= 0.05
2.1.5.
Identificación del causal
Para identificar el o los agentes causales
de marchitez se colectó
muestras de tallos, raíces y suelo de
la rizósfera, los mismos que fueron llevados
al laboratorio de Fitopatología de la E.E.
E.
del Litoral Sur, del INIAP para su respectivo
aislamiento e identificación.
La identificación de los causales
presentes en tejidos vegetales se realizó mediante
observación directa, en muestras
acondicionadas en cámara húmeda y
aislamientos de tejidos infectados. También
se sembró suelo en medios de cultivo para aislar él o los fitopatógenos.
La
observación directa consistió en adherir un pedazo
de cinta adhesiva transparente en el tejido infectado y se puso en un
portaobjeto al que previamente se
colocó una gota de ácido láctico. En
el caso necesario se realizó una cámara húmeda con las muestras de tejidos
vegetales, que consistió en colocarlas en una funda plástica que contenía papel absorbente hume- decido con agua estéril y se dejó por 72 horas.
También se procedió a efectuar el aislamiento en medio de cultivo papa dextrosa agar (PDA). Estas muestras fueron previamente desinfecta- das con una solución de hipoclorito de sodio al 1% y enjuagadas tres veces con agua destilada estéril para eliminar
residuos de cloro y evitar
que afecten el normal crecimiento de los pató genos.
Para
comprobación del antagonista, se
aisló de las muestras de suelo, que consistió
en tomar un gramo y se depositó en 100 ml de agua
destilada estéril, se diluyó hasta la -3 y fue sembrado en medio de cultivo PDA.
2.2.
ENSAYO 2
2.2.1.
Obtención de Beauveria
bassiana
Beauveria bassiana
fue suministrada por DNPV-Fitopatología de la EELS del INIAP,
ésta se multiplicó masivamente en arroz
esterilizado, para este propósito se inoculó por cada
200 gramos de arroz 5 ml de la suspensión agua–hongo, se dejó en incubación durante
10 días, después se procedió
al secado en una incubadora, luego fue almacenada en una
refrigeradora para su posterior aplicación en el campo.
|
No.
|
Dosis de aplicación
|
Frecuencia de aplicación
|
|
1
|
Testigo absoluto
|
Sin aplicación
|
|
2
|
Testigo químico
|
Acetamiprid
|
|
3
|
Testigo biológico comercial
|
De acuerdo a la presencia del insecto.
|
|
4
|
B. bassiana 1x106
|
5 días después del transplante
|
|
5
|
B. bassiana 10 x106
|
5 días después del transplante
|
|
6
|
B. bassiana 1x106
|
10 días después del transplante
|
|
7
|
B. bassiana 10x106
|
10 días después del transplante
|
|
8
|
B. bassiana 1x106
|
15 días después del transplante
|
|
9
|
B. bassiana 10x106
|
15 días después del transplante
|
2.2.2.
Dosis y Frecuencias
Se
evaluaron 2 dosis de Beauveria bassiana que fueron
1x106 esporas/ mililitro y 10x106 esporas/ mililitro. (Cuadro 3)
La
frecuencia de aplicación fue a los 5, 10 y 15
días después del transplante.
2.2.3 Tratamientos
El estudio
constó de 9 tratamientos, en el que se incluyen tres testigos: un químico, un biológico comercial y un absoluto, dos dosis y
frecuencia de aplicación de B.
bassiana, los mismos se de- tallan a continuación:
Resultados y
discusión
3.1. Microorganismos causales de la marchitez En el estudio de eficacia de T. asperellum sobre el complejo marchitez
del pimiento se identificó a Fusarium sp., Rhizoctonia sp. S. rolfsii,
y R. solanacearum, microorganismos que coinciden
con
los causales de la marchitez de tomate re- portados
por Cevallos (2010). En la Figura
1 los tratamientos con mayor
porcentaje de Fusarium sp. fueron los de 45 millones
de esporas al trans- plante
y 7 días después.
En la Figura
2
se observa que el tratamiento 7 (T. asperellum 30 x 106) tuvo el mayor porcentaje
de Rhizoctonia sp. y fue estadísticamente diferente
de los demás tratamientos. En lo que respecta a la no presencia de este en el testigo absoluto probablemente
se deba a que la distribución de los fitopatógenos no es uniforme
en el suelo.
En la Figura 3 se observa
en todos los tratamientos
que S. rolfsii fue mayormente aislado de tejido, sin embargo los valores más altos fueron
en los tratamientos 2, 5 y 3.
En
la Figura 4 se observa que en los tratamientos 6, 5 y 4 tuvieron mayores
porcentajes de T. asperellum en muestras de suelo.
Figura 1: Porcentaje promedio
de Fusarium sp. aislado de tejido. INIAP-EELS, 2010.
Figura 2: Porcentaje promedio
de Rhizoctonia sp. aislado de tejido. INIAP-EELS, 2010.
Figura 3: Porcentaje promedio
de Sclerotium rolfsii
aislado de tejido
y suelo. INIAP-EELS, 2010
Figura 4: Porcentaje promedio
de Trichoderma asperellum
aislado de tejido y suelo. INIAP-EELS, 2010
Figura 5: Incidencia y severidad de plantas con marchitez. INIAP-EELS, 2010.
Figura 6: Promedio general de presencia
de Bemisia tabaci. INIAP-EELS, 2010
Figura 7: Rendimiento promedio
de pimiento kg ha-1 en el ensayo de eficacia
de B. bassiana sobre Bemisia
tabaci.
INIAP-EELS, 2010.
De
acuerdo a la presencia de Trichoderma en el
tratamiento testigo demuestra que este biocon- trolador esta en forma nativa en el suelo, infor- mación que se relaciona con Reyes et al
(2002) quienes mencionan que T. harzianum
es eficiente contra S. rolfsii, Rhizoctonia solani entre otros y que las plantas de tomate fueron tratadas
con este microorganismo no
presentaron síntomas con relación
a las parcelas testigo.
Incidencia y severidad
En
la Figura 5 observan los porcentajes pro- medio de incidencia y severidad de plantas con marchitez en cada uno de los tratamientos
con dosis y frecuencias de aplicación de Trichoderma asperellum. El tratamiento 9 que contenía
T. asperellum
45x106 esporas por litro aplicado
7
días después del transplante tuvo 0.87% de plantas
marchitas y fue diferente a los demás tratamientos; seguido por el tratamiento 4 con 3,35% diferente de los demás. El valor
más alto se observó en el testigo
absoluto con 14,54% de plantas afectadas.
En
cuanto a severidad los tratamientos 7 y 6 tu-
vieron los menores valores con 1,16 y 1,72% en su orden
e iguales entre
sí; el mayor porcentaje fue en el tratamiento 4 con 7,44 diferente de los de- más tratamientos, seguido de los testigos químico y biológico comercial con 5,83 y 5,61% respectiva- mente
e iguales estadísticamente entre si.
Beauveria bassiana
En
el estudio de eficacia de B. bassiana, la presencia de B. tabaci las poblaciones fueron bajas, posiblemente debido a las condiciones de
temperatura, aunque un estudio efectuado en Costa Rica por Arias e Hilje (1993)
demuestran que no existe
relación entre el número de adultos y la temperatura; por otra parte estos
autores mencionan que la mayor actividad de vuelo del insecto
está entre 6:30 a 8:30 y entre las 15:30 a 17:30 con una notoria reducción entre las
10:30 a 13:30 lo que podría estar
relacionada con los resultados de
esta investigación ya que las eva- luaciones siempre
se realizaron entre
las 9:00 a 12:00. Por otra parte, el estudio
de Jovel et al
(2000) observaron que el máximo de adultos posados
sobre plantas de tomate se observó a las 8:00 después de lo cual hubo una declinación progresiva hasta cerca del mediodía, seguido
por un leve incremento durante
la tarde y un decrecimiento final.
Las
dosis de B. bassiana de 1 x 106 y 1 x 108 esporas
por litro aplicado 10 días después del transplante, tuvieron
los mejores rendimientos y una densidad de 0,26 y 0,17 adultos de B. tabaci por planta,
no se observaron otros insectos en el cultivo lo que posiblemente esté relaciona- do con las aplicaciones oportunas de este
hongo entomopatógeno. Estos
resultados se relacionan con el estudio Orozco-Santos et al (2000)
en melón, quienes reportan que
en parcelas testigos los daños
fueron del 100% en los testigos sin aplicación
con respecto a las plantas tratadas con una formulación comercial de B. bassiana.
Conclusiones
En
base a los resultados se concluye que en estudio de eficacia de Trichoderma
asperellum los causales de la
marchitez aislados de suelo y tejido fueron Fusarium sp, Rhizoctonia sp,
Sclerotium rolfsii y Ralstonia solanacearum.
El
tratamiento testigo absoluto presentó la mayor
incidencia de plantas
marchitas con 14,54%
y la severidad fue 0,88 %, la menor incidencia fue en el tratamiento T. Asperellum 45x106
esporas/L aplicado 7 días después
del transplan- te con
0,87%. La mayor severidad de daño se presentó en el tratamiento T. Asperellum 15x106 esporas/L aplicado al momento del
transplante con 7,44%.
En
el estudio de dosis y frecuencias de aplicación de B. bassiana para el manejo
de B. tabaci la densidad poblacional
de mosca blanca fue baja.
Los
mejores rendimientos se dieron en los tra- tamientos
B. bassiana aplicado 10 días después del
transplante en dosis de uno y diez millones de
esporas con un promedio de 14 y 13TM en su orden.
Recomendaciones
Realizar
estudios frecuencias y dosis de T. aspe- rellum
y B. bassiana en otras épocas de siembra y otros climas para comprobar su efectividad.
Efectuar estudios
de patogenicidad de otros hongos entomopatógenos y antagonistas para
el control de fitopatógenos e insectos plaga.
Capacitar
a productores sobre el uso de agentes de biocontrol para evitar el uso indiscriminado de pesticidas de síntesis
químico.
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diaria de los adultos de Bemisia tabaci (Gennadius) en tomate y hospedantes alternos del insecto. En Manejo Integrado
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Carvajal, T. 1997. El manual de Cultivos Hortícolas. (Estación Experimental Portoviejo). p 5.
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Regnault-Roger, C., Philogéne, B. J.R. y Vincent, C. 2004. Biopesticidas de origen vegetal. Mundi-Prensa. Madrid. p.21
Reyes, R; Barranco, B; García, G; Jiménez, G. 2002. Actividad in vivo de Trichoderma harzianum sobre Sclerotium rolfsii en plántulas de tomate. En manejo integrado de plagas. Agroecología. Costa Rica. No. 66.p.45-48
Ing. Agr. Diego Enrique
Portalanza Peralta
Tesista del Proyecto PIC-2006-1-013, INIAP
Facultad de Ciencias
Agrarias de la Universidad de Guayaquil
E-mail: diegoportalanza@hotmail.com
Ing. Agr. María Leticia Vivas Vivas
Directora del proyecto:
PIC-2006-1-013 “Alternativas biológicas para el manejo
de insectos plaga y fitopatógenos de suelo en cultivos hortícolas en las provincias de Guayas y Manabí”
Profesora de la Facultad de Ciencias Agrarias
de la Universidad de Guayaquil y Directora de Tesis. malevivi@yahoo.com
